基因组提取的主要试剂作用(设计一个基因组DNA提取方法,并列出你所使用的试剂作用)

设计一个基因组DNA提取方法,并列出你所使用的试剂作用

植物DNA的提取

1、目的要求

学习从新鲜的叶片中提取植物总DNA的方法。

2、实验原理

本实验介绍的就是一种快速简便提取植物总DNA的方法：先将新鲜的叶片在液氨中研磨，以机械力破碎细胞壁，然后加入十六烷三甲基溴化铵（简称CBA,是一种阳离子去污剂)分离缓冲液，使细胞膜破裂，同时将核酸与植物多糖等杂质分开。再经氯仿-异戊醇提取去除蛋白，即可得到适合于酶切的DNA。

3、试剂和器材

一、试剂

CTBA抽提缓冲液：2%CTBA.100mmolL Tris-HCl,pH8.0;20mmolL EDTA;1.4molL

NaCl;0.2%(vv)巯基乙醇共100mL:称取2 g CTBA,8.18 g NaCI,0.74 g EDTA Na22H20,加入10mL1molL的Tris-HCl,pH8.0,0.2mL的巯基乙醇，加水定容至100mL.

TE:TrisEDTA缓冲液：10mmolL Tris-HCl,pH8.0;1mmolL EDTA。

异丙醇：乙醇：氯仿一异戊醇(24：1，V:V):液氮。

二、材料

新鲜植物叶片。

三、材

研钵：离心机：恒温水浴。

4、操作方法

1.称取lg新鲜叶片，置于预冷的研钵中，倒入液氮，将叶片研至粉末。

2.将叶片粉末转入一个30mL离心管中。

3。加10 mL CTBA抽提缓冲液，轻轻转动离心管使之混匀。于65℃温育10min。加入等体积的氯仿一异戊醇，轻轻颠倒混匀。

4.室温下4000rmin离心10min,回收上层水相。在回收的上层水相中。

5。加入23体积预冷的异丙醇（预冷至一20℃），轻轻混匀，置冰箱中放置数小时梦至过夜，使核酸沉淀下来。

6.室温下4000rmin离心10min。

7.小心倒去上清液，用80%乙醇洗涤沉淀物.尽量沥干乙醇，置于真空干燥器内干称重，计算产率。

8.将DNA沉淀溶于1mLTE中。

常用的基因组dna提取方法和原理是什么

提染色体dna的基本原理：

基因工程实验所需要的基因组DNA 通常要求分子量尽可能大，以此增加外源基因获得率，但要获得大片段的DNA 非易事，细菌基因组DNA通常是个很大的环状态DNA，而在抽提过程中，不可避免的机械剪切力必将切断DNA，如果要抽提到大的DNA 分子，就要尽可能地温和操作，减少剪切力，减少切断DNA 分子的可能性；分子热运动也会减少所抽提到的DNA分子量，所以提取过程也要尽可能在低温下进行。另外细胞内及抽提器皿中污染的核酸酶也会降解制备过程中的DNA，所以制备过程要抑制其核酸酶的活性。

设计一个基因组dna提取方法,并列出你所使用的试剂作用

组织DNA这种，因为提取方式（高速离心）和跑胶（高电压）的原因，极易产生机械损伤，而出现各种小片段，具体在胶上表现为各种拖尾如果只是做普通PCR鉴定基因型之类，这种拖尾现象其实无大碍；如果对提取产物要求高，可用试剂盒除掉小片段另外组织DNA往往都是非常大的片段（基因组），跑胶加marker我觉得没啥意思——一般我拿组织DNA提取产物去跑胶，就是看看有没有提出东西来本人以前跑的组织DNA提取产物，3μL样+2μL lording buffer，1%琼脂糖，150v，15min

提取基因组dna的方法有哪些,各有何优缺点

一、水煮模板法——主要用于PCR反应：操作最简便，对试剂条件要求低。缺点是纯度不够高可能会含有RNA、蛋白等杂质s但是作为-般检测目的的PCR反应模板已经足够了。:

有人称扩增4kb以下片段都可用此种方法制取模版，编者用此类模板PCR可以扩增到3500bp的片段。编者建议:此法得到的模版保存时间短，强烈建议每月重新制作-次。

二、CTAB/NaCl 法 ：CTAB/NaCl法提取的DNA纯度较高，蛋白杂质较少,保存时间长,编者更喜欢把终浓度为20∪g/ml RnaseA加在第5步温育的时候，这样最后没有RnaseA污染每一步操作细致一 些得到的DNA可用于Southern bloto编者建议:长时间保存DNA可放于20C，但要尽里减少反复冻融，颓憬响DNA质量。

三、盐析法：介于方法和方法二之间,CTAB虽然取出糖分效果较好,但CTAB本身也是有毒的所以此方法放弃了CTAB。

革兰氏阳性菌，由于细胞的结构与阴性菌有差别，裂解比阴性菌稍微麻烦一些，可以采取CTAB/NaCl法稍加修改，在第四步加入终浓度2mg/ml 的溶菌酶，37 度温育1h。

实验注意:提基因组最好要将枪头尖剪掉(剪掉以后在酒精灯上迅速过一下，使其断口圆滑)。以免枪头损伤基因组:抽干时最好是风干。

分析说明各种试剂在基因组DNA提取中的作用

目的意义

DNA是遗传信息的载体和基本遗传物质，它在遗传变异、代谢调控等方面起着重要作用，是分子生物学和基因工程研究的对象，但无论是研究植物DNA的结构和功能，还是开展外源DNA的转化、转导的研究，首先要做的就是从植物组织中提取天然状态的高分子量的纯化DNA。因此，本实验的目的是学习植物基因组DNA提取方法、原理和DNA的鉴定技术。

Ⅰ 植物基因组DNA 的提取（CTAB法）

一、原理

植物组织中绝大部分是核DNA，它和组蛋白、非组蛋白结合在一起，以核蛋白（即染色质或染色体）的形式存在于细胞核内。CTAB(十六烷基三甲基溴化铵，hexadecyltrimethylammonium bromide，简称CTAB)：是一种阳离子去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中(0.7mol/L NaCl)是可溶的，当降低溶液盐的浓度到一定程度(0.3mol/L NaCl)时从溶液中沉淀，通过离心就可将CTAB与核酸的复合物同蛋白、多糖类物质分开，然后将CTAB与核酸的复合物沉淀溶解于高盐溶液中，再加入乙醇使核酸沉淀，CTAB能溶解于乙醇中。

在DNA提取过程中必须始终注意以下几个关键问题：

（1）DNA的二级结构和双链易受多种因素（如强酸、强碱、加热、低盐浓度、有机溶剂、酰胺类、尿素等）的影响引起双链解开，即“变性”，因此抽提时避免使用变性的条件。

（2）抑制内外源DNase的活力。DNase就象一把刀，它能把大分子的DNA切成碎片，所以要加以杜绝，现可以通过多种途径来做到这一点：a、低温操作；b、调节pH，使偏碱（pH8.0）；c、抽提液中加表面活性剂；d、加螯合剂（EDTA）除去酶的铺助因子（Mg2+），使酶活性丧失。

（3）防止化学降解。如过酸或过碱以及其它化学因素，会使DNA降解，一般综合考虑，取pH8.0左右为宜。

（4）防止物理因素降解。如温度太高或机械张力剪切等，DNA分子特别大，其分子量可达1012道尔顿，极易被机械张力拉断，甚至在细管中稍急一些的流动也会使DNA断裂，所以在抽提过程中要特别注意这一点，操作过程要尽量简便、温和、减少搅拌次数，也不要剧烈摇动。

（5）植物的次生代谢物（主要是胞质内的多酚类或色素类化合物）对核酸提取有干扰作用。因此，一般尽可能选幼嫩的、代谢旺盛的新生组织作为提取DNA的材料，这是因幼嫩的新生组织次生代谢物较少，DNA含量高，且易于破碎，植物材料最好是新鲜的。

分离提取植物DNA的方法很多，本实验采用CTAB法提取DNA并通过紫外吸收法和电泳鉴定。

二、操作方法

（1） 取200mg样品(在液氮中研磨成粉末状)放入1.5mL离心管中，加入600μL DNA提取液，颠倒混匀5-6次。65℃保温35分钟以上，其间颠倒混匀一次。

（2）再加等体积的氯仿异戊醇(24：1)溶液轻轻摇晃30秒，在4℃下10000rpm/分钟离心10分钟后，取吸上清液(450μL)

（3） 再加两倍体积的预冷异丙醇，混匀静止10分钟以上，在4℃下10000rpm/分钟离心10分钟后，弃上清。

（4） 用600μL70%乙醇洗涤沉淀，重复一次，在室温下倒置晾干。

（5）沉淀用TE溶液溶解DNA，再加入RNase至终浓度50μg/mL，在37℃下保温半小时，将DNA样品放入冰箱保存。

Ⅱ 植物DNA 纯度的鉴定——紫外分光光度计法

一、原理

由于核酸中的碱基都具有共轭双键，所以具有紫外光吸收性质。核酸在紫外光谱区有一条典型的吸收曲线，其吸收高峰在260nm处，吸收低谷在230nm处。蛋白质在紫外区的吸收高峰在280nm处，所以核酸的紫外吸收光谱数据是鉴定核酸的重要依据之一。但紫外法不能区分DNA和RNA，只能用来鉴定核酸的纯度和含量。

纯度鉴定时，需测定在230、260和280nm处的消光值，经验数据表明，

纯净的核酸溶液A260/A230的消光值比大于或等于2.0；A260/A280大于或等于1.80。A260/A280值过小，说明蛋白未脱净；A260/A230过小，说明有杂质（一般为多酚类或色素）。

含量测定时，对于纯净的DNA来说，在实际应用中可根据260nm处的消光值O.D260值换算成含量，一般认为O.D260值为1时，相当于50μg/ml。在测定核酸粗制品时，样品中残留的蛋白质和色素等与其它具紫外吸收的杂质对测定有明显干扰作用，大分子核酸制备过程中变性降解后有增色效应，因此有时此法测定的结果会高于定磷法。

二、实验材料、仪器及试剂

1、材料 植物DNA

2、器材：紫外分光光度计、移液管、试管

3、试剂：TE溶液（pH8.0）（见前述）

三、操作方法

将纯化的DNA溶液用TE（pH8.0）稀释至每毫升含5-50μg DNA浓度范围，用TE（pH8.0）作空白对照，于紫外分光光度计上测定260nm、280nm和230nm吸收值，计算A260/A230和A260/A280的比值，并换算出核酸的含量。

Ⅲ 植物DNA 分子量的测定——琼脂糖凝胶电泳法

一、原理

以琼脂糖凝胶为支持介质的电泳广泛应用于核酸研究中，其操作简单、快速，是分离、鉴定、纯化DNA的标准方法。DNA分子在高于其等电点的pH溶液带负电荷，在电场中向正极移动。DNA分子在电场中通过凝胶介质而泳动，除电荷效应外，还有凝胶介质的分子筛效应，也就是说与分子大小构象有关。实验表明DNA迁移率与其分子量的对数成反比。因此通过参比已知标准分子量的DNA迁移率，可测定样品DNA的分子量。用低浓度的荧光物质，插入性染料溴化乙锭（EB）使凝胶中DNA区带染色，在紫外光下可直接显示DNA在凝胶中的位置，灵敏度很高，可检出10ng（10-9g）或更少的DNA含量。

二、实验材料、仪器及试剂

1、材料： 植物DNA

2、器材：水平板型电泳槽装置 电泳仪 254nm波长的紫外分析仪塑料手套 移液管 水浴锅

3、试剂：

（1）T ris-HAc(TAE)缓冲液

A．浓缩的贮备液（50倍）每升含：242gTris 57.1ml冰醋酸，100ml 0.5mol/L EDTA（pH8.0）。

B．使用浓度：0.04mol/L Tris-HAc/0.04mol/L EDTA。

（2） 琼脂糖：电泳纯以上。

（3）溴酚蓝甘油溶液（0.05%溴酚蓝-50%甘油溶液）：先配制0.1%溴酚蓝水溶液，然后取1份0.1%溴酚蓝溶液与等体积的甘油混合即成。

（4）已知分子量的标准DNA（λDNA-ECORI/Hind III）。

（5） 10mg/mL溴化乙锭水溶液（EB）或GV水溶液。

三、操作方法

1．琼脂糖凝胶板的制备

称取0.7g琼脂糖置于三角瓶中，加入100mlTAE缓冲液，在沸水浴中加热至琼脂糖完全溶解，冷却至50℃，然后加入EB溶液使终浓度为0.5μg/ml。倒入凹形有机玻璃槽（事先用胶带封住有机物玻璃板的边缘）。使其成2mm左右的凝胶板。在其未凝固前将样品槽模板（梳子）插入凝胶的一端，注意梳齿底与凝胶底之间应至少保持0.5-1.0mm的凝胶。待全部凝固后（室温，约30-45分钟），取出梳子及除去胶带，将凝胶板与玻璃板一起放入电泳槽内，加入TAE缓冲液使刚好超过凝胶面约1mm。

2．加样：将样品与溴酚蓝按4：1的比例混合，用移液器缓慢加入凝胶样品孔中，点样量为每孔5μgDNA。

3．电泳：点样端接负极，电泳开始时，可用较高的电压，如100伏特，这样可使样品很快进入胶内，而减少样品扩散，待样品进入胶内即可保持每厘米

5伏特左右的电压，DNA在电泳中向正极移动。当溴酚蓝的区带移至距凝胶底部1-2cm，停止电泳，当胶板为10-15cm的长度时，电泳时间一般为2小时左右。

(4)观察与鉴定

电泳结束后，取出凝胶板，在波长为254nm的凝胶成像系统下，观察电泳图谱，如果电泳条带清晰(如果EB染色看到桔黄色荧光条带，GV染色则看到绿色荧光条带)，将凝胶照相。根据标准DNA的电泳图谱，可以得知样品DNA的分子大小。

简述dna提取过程中各个试剂的作用

主要成分是：NaCl,Tris-HCl（PH=8）,EDTA（PH=8）,SDS.NaCl,Tris-HCl主要是调节溶液的PH,维持一定的离子浓度.EDTA主要是二价金属离子的螯合剂,使影响DNA的DNA酶中的钙离子和镁离子和EDTA结合,使酶失去活性,有利于提取完整DNA；

SDS主要是和蛋白质结合,使其变形沉淀,从而利于DNA的提取,减少和清除带白质杂质!

简述基因组DNA提取的注意事项

琼脂糖电泳只能证明你有么有提出DNA，但不能分辨DNA的来源。如果你是需要PCR扩增某一片段的话，你只需要用细菌特异性的引物去扩增拿到你需要的片段就行了。

如果你要做酶切分析的话，我建议你在第一步时使用昆虫肠道洗涤液来提DNA，不要混入昆虫的DNA。